¿QUÉ MATERIALES
OCUPE?
· Portaobjetos
· Lanceta
· Torundas
· Agua destilada
· Giemsa o Wright
· Microscopio
·
Pasos que seguí:
GOTA
GRUESA Y EXTENDIDO
Con las manos
enguantadas, se realiza la limpieza del dedo índice o del
dedo medio de la
mano no dominante del paciente; en el caso de niños, se
puede tomar del
grueso artejo, del talón o del lóbulo de la oreja. Después
de secar la zona,
se punciona con una lanceta estéril desechable en el
borde lateral del
dedo entre la yema y la uña, como se muestra en el gráfico
Sitio de punción
en el dedo de la mano para la toma de la gota gruesa
Sitio de punción
en el grueso artejo para la toma de muestra
Después de limpiar
la primera gota de sangre con algodón seco, se
presiona el dedo y
se coloca la siguiente gota a 1 centímetro de la
identificación de
la lámina; este procedimiento se realiza de manera
delicada colocando
la lámina por encima de la gota de sangre y evitando
tocar la incisión
hecha en el dedo del paciente.
Para realizar la
gota gruesa, se utiliza el borde de otro portaobjeto (lámina
extensora) y se
extiende la gota de sangre con movimientos en N para
lograr formar un
cuadrado de aproximadamente de 1 X 1 centímetros, con
un grosor y
homogeneidad adecuados y así obtener un mayor número de
campos ideales. Se
presiona nuevamente el dedo del paciente y se coloca
la otra gota de
sangre a una distancia de 0,5 a 1 centímetros, como se
observa en la
figura 3 y se repite el procedimiento anteriormente indicado.
Se toma la
siguiente lámina para efectuar otras 2 gotas gruesas, la
elaboración de
esta segunda muestra es muy importante ya que se puede
trabajar en caso
de que ocurra algún accidente con la primera muestra. Una
gota gruesa ideal
se observa macroscópicamente como una capa continua
y única de eritrocitos
que no toca el borde de la lámina.
Extendido:
Nuevamente se
hace presión en el dedo del paciente y se coloca una gota
de sangre a una
distancia de 0,5 centímetros de la identificación de la
lámina para
realizar el extendido.
Con la ayuda de
otro portaobjeto (lámina extensora) y con una inclinación
de 30 a 40 grados,
se deja extender la sangre por capilaridad por el borde
de la segunda
lámina la cual se hace deslizar horizontalmente. Para poder
realizar el
recuento parasitológico en el extendido de sangre periférica es
necesario contar
con el hematocrito del paciente. Finalmente, se limpia el
dedo del paciente
y se le suministra una torunda de algodón seca para que
presione con ella
la incisión realizada con la lanceta.
Las muestras se
dejan secar a temperatura ambiente en una superficie
plana y libre de
polvo, se recomienda proteger las muestras de los insectos.
Es importante
tener en cuenta que el exceso en el tiempo de secado, el
alcohol o el calor
pueden fijar la hemoglobina de los glóbulos rojos, lo cual
hace que las gotas
gruesa sean inadecuada para el diagnóstico de Malaria.
Después de tener
las muestras secas, se colorean con Romanowsky. O giemsa o whriten
Para evitar la
contaminación con sangre de otros pacientes, está indicado
limpiar con
alcohol la lámina extensora. Se recomienda secar
perfectamente los
restos de alcohol antes de realizar la siguiente toma de
muestra para
evitar fijar las gotas gruesas.
COLORANTE
Preparar la
solución de trabajo inmediatamente antes de colorear. Por cada
portaobjeto que se
necesita colorear, adicionar una gota de solución A y una gota
de solución B en 3
mL de solución amortiguada, en un tubo graduado con tapa y
mezclar suavemente
por inversión. Colocar las muestras hacia la concavidad de la
lámina de
coloración, adicionar la solución colorante evitando la formación de
burbujas y dejar
actuar durante 10 minutos o el tiempo estandarizado de
coloración. La
posición invertida de la gota gruesa se prefiere ya que permite una
deshemoglobinización
completa por el alto peso molecular de la hemoglobina.
El Romanowsky
modificado también se puede utilizar para colorear extendidos de
sangre periférica.
Para este fin, proceda a fijar el extendido con metanol dejándolo
deslizar por la
superficie de la muestra. Preparar la solución de trabajo con las
mismas
proporciones utilizadas en la gota gruesa. Colorear durante el tiempo
estandarizado que
generalmente es mayor a 25 minutos. Utilizar guantes
desechables debido
a la toxicidad del metanol. La coloración se puede hacer en la
lámina cóncava
para favorecer que el precipitado quede en el fondo de la
¿INVESTIGACIÓN CIENTÍFICA QUE SUSTENTA MI TRABAJO, DE
FUENTES CONFIABLES?
GENERALIDADES. El diagnóstico microscópico de malaria
con una muestra de sangre, gota gruesa o extendido fino, está basado en la
identificación de los parásitos coloreados libres (gota gruesa) o
intracelulares en el eritrocito (extendido fino). Los parásitos se identifican
por su forma y por la coloración diferencial de sus componentes, es decir,
citoplasma, cromatina y pigmento, y se deben distinguir de los elementos formes
de la sangre, de otros microorganismos sanguíneos y de microorganismos o
artefactos que puedan estar presentes en la lámina o en el colorante. En vista de
que los diferentes estadíos sanguíneos de Plasmodium (trofozoito joven o
anillo, trofozoito en crecimiento, trofozoito maduro, esquizonte inmaduro, esquizonte
maduro, gametocitos inmaduros, gametocitos maduros) tienen mútiples y variadas
formas, la coloración diferencial es determinante para una correcta identificación.
Las coloraciones de Giemsa y de Wright tienen colorantes ácidos (eosina) y básicos
(azul de metileno) que colorean los componentes celulares acidofílicos y
basofílicos, respectivamente. En el caso de Plasmodium, el citoplasma se
colorea azul, la cromatina (núcleo) se colorea rojo y el pigmento malárico, pardo-amarillo.
A partir de una muestra tomada adecuadamente, la calidad de la coloración
dependerá de 1] la calidad del colorante, 2] la concentración utilizada, la
cual determinará el tiempo a colorear y 3] el pH del agua o solución amortiguadora
donde se diluye la solución madre para constituir la solución de trabajo. La
gota gruesa es 20-30 veces más sensible que el extendido fino, ya que se
observa mayor cantidad de sangre en un área más pequeña. El hecho de que la muestra
en la gota gruesa no se fija, permite deshemoglobinizar el frote grueso,
dejando los parásitos libres y en mayor número por área, que en la misma
muestra procesada como extendido fino. La fijación del extendido fino con
metanol, permite observar el parásito dentro del eritrocito y provee un dato
adicional para la identificación de la especie de Plasmodium: las
características del glóbulo rojo parasitado. Así tenemos, que la gota gruesa es
más sensible y el extendido fino es más específico. En el laboratorio clínico
se recomienda la utilización de ambas muestras en una sola lámina. En la
mayoría de los casos, se hará un diagnóstico certero con la observación de la
gota gruesa solamente. En los casos en que se encuentren solamente trofozoitos jóvenes,
es recomendable observar el extendido fino para determinar si pertenecen a P.
vivax ó a P. falciparum, al observar las características del eritrocito
parasitado. INTERPRETACION DEL DIAGNOSTICO MICROSCOPICO EN LA PRACTICA MEDICA.
El clínico, médico o enfermera, debe de saber si el laboratorio realizó una
gota gruesa o un extendido fino o ambos. Con la tendencia de llamar
"hematozoario", que significa protozoo sanguíneo (Plasmodium,
Trypanosoma, Leishmania, Babesia, entre otros) al examen para la búsqueda de
Plasmodium en la sangre, se pierde el conocimiento de como se procesa la
muestra. La importancia de esto radica en que parasitemias bajas no son
detectadas en el extendido fino. Otro aspecto importante es la relación del
resultado con el hecho de tomar la muestra durante el paroxismo febril. Todos los
estadíos de P. vivax circulan en la sangre periférica con o sin fiebre. Por
otro lado, solamente los trofozoitos más jóvenes de P. falciparum, aquellos que
se encuentran durante y unas horas después del paroxismo febril, y los
gametocitos, circulan en la sangre periférica. Los trofozoitos maduros y los
esquizontes se "secuestran" en la circulación profunda a través de
una interacción receptor-ligando entre el glóbulo rojo parasitado y las células
endoteliales de los capilares. Es decir, que aun con un resultado microscópico
negativo, un individuo puede tener malaria falciparum. Para eliminar esta
posibilidad, se debe tomar la muestra durante o unas horas después de la
fiebre. Esto es verdad para individuos no-inmunes con malaria falciparum, en los
cuales el parásito desarrollará gametocitos hasta después de 4-5 gametogonias,
es decir 8-10 días de evolución de la enfermedad. También se debe correlacionar
la intensidad de las manifestaciones clínicas con los estadíos presentes y la
intensidad de la parasitemia. Los gametocitos no rompen los eritrocitos y por
lo tanto no producen síntomas. Es decir, que en un individuo agudamente enfermo
en el que sólo se identifiquen gametocitos, no se debe asumir que la causa de
los síntomas es el Plasmodium y se debe buscar otra infección concomitante. En
los casos en que la fiebre no es intermitente sino que diaria o continua, se identifican
todos los estadíos. En esta situación, los parasitos maduran a un ritmo
diferente y rompen los eritrocitos en diferentes momentos. En individuos
noinmunes, aún a parasitemias bajas los síntomas pueden ser intensos. En
cambio, los individuos que residen en áreas endémicas tienen presentaciones
sub-clínicas o asintomáticas a parasitemias bajas. La parasitemia se puede
estimar a través de un sistema de cruces, a través de conteo de parásitos por
una cantidad definida de leucocitos en la gota gruesa, o a través de porcentaje
de eritrocitos parasitados en el extendido fino. En las dos situaciones últimas,
si se posee el conteo de leucocitos o el conteo de eritrocitos,
respectivamente, es posible calcular el número de parásitos por microlitro de
sangre. La estimación de la intensidad de la parasitemia por cualquiera de
estos métodos, se puede utilizar para determinar el impacto clínico de parasitemias
similares en individuos con diferentes características, por ejemplo, niños
versus adultos, embarazadas versus no embarazadas, individuos inmunes versus
no-inmunes; y para evaluar la respuesta al tratamiento.
INTERPRETACION DEL DIAGNOSTICO MICROSCOPICO
DESDE EL PUNTO DE VISTA DE SALUD PUBLICA. La
interpretación es diferente si los datos provienen de detección activa de casos
como en las encuestas parasitológicas que incluyen individuos con y sin
síntomas, o provienen de detección pasiva, que incluyen solamente individuos
enfermos que demandan el servicio espontáneamente. En las encuestas parasitológicas
se detecta un mayor porcentaje de individuos con gametocitos, asintomáticos. Al
obtener datos adicionales de los individuos que se enferman se puede estimar el
nivel de inmunidad adquirido por la comunidad. Si la transmisión es de una
intensidad capaz de estimular la adquisición de inmunidad a lo largo del año,
los individuos que se enferman deben de entrar en las siguientes categorías:
niños y adultos con pocas infecciones palúdicas pasadas, adultos inmigrantes de
áreas no endémicas y embarazadas. El impacto clínico en los individuos que no
presentan manifestaciones agudas es de otra naturaleza: bazo disfuncional
debido a esplenomegalia y anemia. Otro aspecto interesante de analizar en áreas
donde co-existen P. vivax y P. falciparum, es la interacción de estos a lo largo
del año y a través de los períodos de mayor transmisión, es decir después de
iniciadas las lluvias: quienes se infectan con cada una de estas especies y los
síntomas presentes, así como la tasa de infecciones mixtas. En conclusión,
existe toda una base conceptual que tanto el responsable del diagnóstico
(microscopista, técnico de laboratorio, microbiólogo o parasitológo), el clínico
(médico o enfermera) como el epidemiólogo (médico, enfermera, promotor o
evaluador del Programa de Malaria) debe poseer para interpretar el resultado
del diagnóstico microscópico y obtener el mayor beneficio de esa
interpretación, traducido a diseño de medidas eficaces de control y prevención.
(López Antuñano FJ y G
Schmunis)
Bibliografía
López Antuñano FJ y G Schmunis, E. D. (s.f.).
Obtenido de http://www.bvs.hn/RMH75/pdf/1999/pdf/Vol67-3-1999-7.pdf
Nancy Estella Molina Medina, N. M. (s.f.).
Obtenido de
http://www.proyectomalariacolombia.co/files/cajadeherramientasobjetivo1/Gu%C3%ADaMicroscop%C3%ADa-Malaria-10.2010.pdf
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